–新載玻片上有油污，要用洗液浸泡12～24h，自來水沖洗后再用蒸餾水清洗；用綢布擦干或烤箱烤干。清潔的載玻片再用粘附劑處理?！こＳ玫恼掣絼┯校酣CAPES（3-氨丙基三乙氧基硅烷）–Polv-L-Lysine（多聚賴氨酸）–鉻明膠溶液APES(3-aminopropyltriethoxysilane)3-氨丙基三乙氧基硅烷·現(xiàn)用現(xiàn)配。用純**或甲醇配制2%APES(v/v);·將洗凈的玻片浸于此液中20～30秒鐘；·取出稍停片刻，再入純**酮溶液洗去未結(jié)合的APES，置通風(fēng)櫥中晾干或60?C烤箱烤干。Polv-L-Lysine(多聚賴氨酸)·將清潔玻片浸于100?g/ml(10%w/v)的多聚賴氨酸溶液中(去離子水稀釋)，37?C放置30min，然后60?C烤箱烘烤1h或室溫過夜干燥。裝盒備用。鉻明膠溶液·試劑：鉻明礬(chromealum)明膠(gelatine)蒸餾水500ml·先將鉻明礬溶解于40?C少量蒸餾水中，再加入明膠及蒸餾水，可在70?C水浴中使明膠溶化，攪拌均勻后，上海多靶點免疫組化，即可使用。如有殘渣，可過濾后再用?！び脮r稍加溶化，切片浸入2～3min，過夜晾干，上海多靶點免疫組化。免疫細(xì)胞化學(xué)技術(shù)冰凍切片·冰凍切片是指將組織在冷凍狀態(tài)下直接切片，上海多靶點免疫組化?！ぴ谇衅敖M織不經(jīng)過任何化學(xué)藥品處理或加熱過程。–縮短了制片時間–抗原性不受損失·對穩(wěn)定性差的抗原。

    6、看來主要禍根是抗體稀釋液的pH值出問題了，于是我又用PBS替代抗體稀釋液和新試劑盒內(nèi)的試劑對組織切片做了免疫組化，結(jié)果還是沒有做出來：背景很深。這真把我搞慘了。難道還有什么原因嗎？通過仔細(xì)分析：一抗一定是結(jié)合上去了（老SP試劑盒結(jié)果很好），問題是二抗沒有結(jié)合上去也不對（因為***背景很深，這說明二抗可能也結(jié)合上去了），DAB孵育時間現(xiàn)在只用1、5min也是背景深而特異性染色淺，那我又懷疑封閉血清了。7、我做了兩張切片：一張用老試劑盒內(nèi)還剩下一點的血清而另一張用新試劑盒內(nèi)的封閉血清，其余試劑（二抗、SP）均用新試劑盒提供的，結(jié)果是前一張效果很好，而后一張能夠看到特異性染色，但背景太深，拍照效果不佳?？磥矸忾]血清也是罪會禍?zhǔn)字?。結(jié)果分析顯示：抗體稀釋液的PH值偏低和封閉血清的失效導(dǎo)致了我的免疫組化結(jié)果的不佳，望大家在以后的組化實驗中也要注意這兩個不太引人注意的關(guān)鍵問題。慘痛的教訓(xùn)，值得引以為鑒。案例二DAB染色后切片著色呈陰性結(jié)果背景：其實免疫組化在DAB染色后一般有四種情況：陽性染色效果很好、陰性染色、非特異性染色很深、陰陽臉（染色不均勻）。而陰性染色是許多初學(xué)者經(jīng)常遇到的頭疼問題。

實驗所用主要為組織標(biāo)本和細(xì)胞標(biāo)本兩大類，前者包括石蠟切片（病理切片和組織芯片）和冰凍切片，后者包括組織印片、細(xì)胞爬片和細(xì)胞涂片。其中石蠟切片是制作組織標(biāo)本**常用、**基本的方法，對于組織形態(tài)保存好，且能作連續(xù)切片，有利于各種染色對照觀察；還能長期存檔，供回顧性研究；石蠟切片制作過程對組織內(nèi)抗原暴露有一定的影響，但可進(jìn)行抗原修復(fù)，是免疫組化中優(yōu)先的組織標(biāo)本制作方法。抗體免疫組化實驗中常用的抗體為單克隆抗體和多克隆抗體，單克隆抗體是一個B淋巴細(xì)胞克隆分泌的抗體，應(yīng)用細(xì)胞融合雜交瘤技術(shù)免疫動物制備。多克隆抗體是將純化后的抗原直接免疫動物后，從動物血中所獲得的免疫血清，是多個B淋巴細(xì)胞克隆所產(chǎn)生的抗體混合物。

文章來源地址: http://www.cdcfah.com/cp/188264.html